Автор: Administrator   
29.10.2011 17:43

Микробиологическая оценка фотоактивируемой дезинфекции в эндодонтии

Введение

Хорошо известно, что устранение патогенных бактерий из корневых каналов в процессе эндодонтического лечения является сложной задачей, и современные методики эндодонтического лечения не способны их качественно дезинфицировать. Механическая обработка оставляет на поверхности стенок корневых каналов смазанный слой, перекрывающий доступ в открытые дентинные канальцы. Кроме того, бактерии могут аккумулироваться внутри самого смазанного слоя. Этот факт, а также неравномерность поперечного сечения корневого канала и его сложная анатомическая морфология приводят к формированию областей, где могут аккумулироваться оставшиеся бактерии, что может негативно влиять на результат любого эндодонтического лечения. Для очистки системы корневых каналов используется множество ирригационных и дезинфицирующих растворов. В основном с этой целью применяется гипохлорит натрия в концентрации от 0,2% до 5%. В качестве вспомогательного агента для удаления смазанного слоя и открытия доступа в дентинные канальцы используются комплексоны, такие как ЭДТА и лимонная кислота. Также в дентин проникают и другие дезинфицирующие средства, такие как йод калий йод (IKI). Выбор гипохлорита натрия в качестве ирригационного раствора отчасти обусловлен его действием на остаточную ткань пульпы, а также способностью уничтожать бактерии за счет содержания в растворе свободного хлора. Но в процессе работы содержание свободного хлора в растворе уменьшается, требуется применение больших объемов раствора.

Существует лишь несколько источников литературы, указывающих на то, что присутствие бактерий увеличивает процент неудачных результатов проводимого эндодонтического лечения. Это в первую очередь обусловлено сложностью проведения микробиологических исследований. Однако исследования показывают, что отсутствие бактерий в корневых каналах на момент их обтурации лечение обеспечивает процент успеха, равный 94%. Когда обтурация проводится в условиях инфицированных корневых каналов, процент успеха снижается до 68%. Это подтверждают результаты проведенных ранее исследований, продемонстрировавших, что адекватного заживления при обтурации корневых каналов в условиях персистирующей инфекции чаще добиться не удается. Недавно был предложен новый метод дезинфекции, который может использоваться как при кариозных процессах, так и в эндодонтии. Этот метод называется фотоактивируемой дезинфекцией - PAD. Принцип его действия основан на том, что молекулы фотосенсибилизатора прикрепляются к мембране бактерии. Облучение светом с особой длиной волны, соответствующей пику поглощения фотосенсибилизатора, приводит к образованию атомарного кислорода, который разрушает стенку бактериальной клетки и приводит к ее гибели. Лабораторные исследования показали, что важным аспектом этой системы является тот факт, что два ее компонента при использовании по отдельности не оказывают воздействия на бактерии или нормальные ткани. На бактерии способно оказывать воздействие лишь сочетание фотосенсибилизатора и света.

 

Диодный лазер и эндодонтический наконечник

В соответствии с данным принципом была разработана система для использования в эндодонтии, состоящая из небольшого диодного лазера (рис. 1а), подсоединенного к светопроводящему волокну, наконечника и излучателя (рис. 1б). Она используется с раствором фотосенсибилизатора, хлорида толония, в концентрации 12,7 мг/л. Он представляет собой фармацевтическую форму витального красителя, толуидинового синего 0. Эта система была исследована в лаборатории, и при условиях, приближенных к клиническим, было достигнуто уничтожение примерно 109 видов бактерий. Она показала свою эффективность в отношении уничтожения бактерий, часто ассоциируемых с эндодонтическими инфекционными процессами, таких как Fusobacterium nucleatum, Prevo-tella intermedia, Streptococcus intermedius и Peptostreptococcus micros. Также было продемонстрировано, что система PAD способна уничтожать Enterococcus faecalis, который считается одним из микроорганизмов, отвечающих за рецидивы инфекционных процессов в корневых каналах.

Излучатель представляет собой гибкую полую трубку, покрытую изнутри материалом, рассеивающим свет (рис. 1б), и имеющую диаметр кончика, примерно соответствующий файлу № 40 по ISO. Излучение происходит с 15-миллиметрового кончика и имеет постоянную плотность энергии, возрастающую на кончике излучателя на 30%. После завершения обработки в корневой канал вводится фотосенсибилизирующий раствор, который оставляется in situ в течение фиксированного периода времени (60 секунд) для того, чтобы он вступил в контакт с бактериями и диффундировал через все структуры биопленки. Затем в канал вводится излучатель и проводится активация в течение 120 секунд.

Проведенное лабораторное исследование продемонстрировало, что данная методика позволяет уничтожить высокие концентрации бактерий, обычно наблюдаемые в корневых каналах. Целью настоящего исследования была оценка данного устройства и определение с помощью микробиологических методов уровней бактериальной нагрузки стенок корневых каналов с особым акцентом на факультативные и облигатные анаэробы, являющиеся основными патогенными микроорганизмами в эндодонтии, на трех этапах обработки:

• После создания первичного доступа.
• Сразу после завершения традиционной обработки корневых каналов.
• После применения фотоактивируемой дезинфекции.

Во всех случаях в качестве образцов использовался дентин стенок корневых каналов. В двух случаях образцы В и С попали в лабораторию позже положенного времени и полученные результаты были исключены из исследования.

Материалы и методы

хематическое изображение роста бактерий на агаровой пластинкеКлиническая процедура. Клиническая часть исследования была проведена в частной клинике общей практики в Шотландии одним врачом. Пациенты отбирались рандомизированно для соблюдения чистоты эксперимента. Все пациенты были в возрасте от 16 до 70 лет, имели хорошее состояние здоровья. Беременные и кормящие женщины, а также пациенты, подвергающиеся фототерапии, исключались из исследования. У всех пациентов отмечались симптомы необратимого пульпита или периодонтита, и требовалось проведение эндодонтического лечения зубов со сформированными верхушками корней. Пациенты давали письменное информированное согласие. Всего было исследовано 32 корневых канала. В каждом случае была выполнена прицельная рентгенограмма до лечения по методике длинного конуса с использованием пленки Kodak (Великобритания) и держателя для пленки EndoRay (Rinn Corp., США) для определения приблизительной длины корневого канала и его морфологии. После проведения местной анестезии была сформирована полость доступа и установлен раббердам. С целью обеспечения отсутствия бактерий на коронковой части зуба она и прилегающая часть раббердама были обработаны раствором PAD, предоставленным производителем (толония хлорид, Dentoflex Ltd., Великобритания), который затем был активирован с помощью устройства SaveDent (Dentoflex Ltd, Великобритания) в течение 60 секунд с мощностью 100 мВт. Излучатель располагался в непосредственной близости от коронковой части зуба и медленно продвигался по окружности коронки. В первые 30 секунд было выполнено по крайней мере два круговых движения, остальное время было потрачено на освещение окружающих областей. Лабораторные исследования показали, что такой тип обработки эффективно уничтожает бактерий в биопленке.

После нахождения устьев каналов и определения их проходимости в просвет корневых каналов вводился стерильный никель-титановый ручной файл размера 15,02 (Dent-sply Maillefer, Швейцария) до ощущения сопротивления дальнейшему продвижению инструмента. Пилящими движениями удаляли опилки со стенок каналов, инструмент с полученным образцом ден-тинных опилок помещался в стерильный флакон, помеченный «Образец А». Особое внимание уделялось тому, чтобы в многокорневых зубах не происходило перекрестного инфицирования между корневыми каналами в процессе взятия образцов, так как каждый канал считался отдельной тестовой единицей. Перед этим этапом не использовался раствор гипохлорита натрия. Полученный образец сразу же отправляли в отделение медицинской микробиологии местной клинической больницы (Aberdeen Royal Infirmary, госпиталь Грампианского университета) для культивирования бактерий. Затем с помощью апекс-локатора (AFA Analytic, Kerr Corp., США) была определена рабочая длина каналов. Каналы были обработаны инструментами GT Rotary (Dentsply Maillefer) по методике crown down, не доходя 2 мм до рабочей длины. Затем для обработки 2-миллиметровой апикальной части использовали инструмент ProFile.04 (Dentsply Maillefer). Между этапами механической обработки проводилось обильное промывание каналов (более 20 мл каждого ирригационного раствора на каждый канал) с поочередным использованием 20% раствора лимонной кислоты (Western Infirmary Glasgow, Великобритания) и 2,25% раствора гипохлорита натрия в форме 4,5% коммерческого жидкого отбеливателя (Tesco, Великобритания), разведенного водой в пропорции 50/50. Раствор вводили в канал с помощью эндодонтической иглы (Monoject, Tyco Healthcare, Великобритания). Все ирригационные растворы имели комнатную температуру. Когда кончик эндодонтического излучателя входил в корневой канал на расстояние 4 мм до рабочей длины, канал тщательно промывали стерильной водой для удаления остатков ирригационных растворов. После этого со стенок канала брали образец по вышеописанной технологии с помощью никель-титанового ручного файла с конусностью 0,02, на один размер больше апикального мастер-файла. Этот инструмент с дентинным образцом помещался в свежую стерильную бутылочку (Образец В), канал высушивался с помощью стерильных бумажных штифтов (Dentsply, DeTrey, Германия). Раствор PAD вводили в канал с помощью стерильной эндодонтической иглы (размер 27), убеждаясь, что жидкость проходит на рабочую длину. Жидкость перемешивалась в каждом канале в течение 60 секунд с помощью никель-титанового ручного файла с конусностью 0,02, на два размера меньше апикального мастер-файла. Затем в канал вводился эндодонтический излучатель таким образом, чтобы он не доходил до отмеренной рабочей длины на 4 мм. Затем активировали лазер при мощности 100 мВт в течение 120 секунд. Во время активации излучателем совершали движения вверх и вниз примерно на 3 мм с 20-секундными интервалами.

 

После удаления излучателя в канал был введен новый стерильный никель-титановый ручной файл на два размера меньше апикального мастер-файла и тем же способом был получен еще один образец дентинных опилок. Он был помещен в свежую стерильную бутылочку (Образец С). Канал был тщательно промыт 2,25% раствором гипохлорита натрия с помощью эндодонтической иглы с целью удаления PAD раствора и высушен стерильными бумажными штифтами. Образцы В и С также были отправлены в отделение микробиологии для культивирования бактерий. Максимальное время между получением образцов и посевом в микробиологической лаборатории составляло 30 минут. В канал была введена нетвердеющая паста на основе гидроокиси кальция, в полость зуба был введен ватный тампон (Roeko, Германия), и зуб был закрыт либо материалом IRM (Dentsply, DeTrey) в случае боковых зубов, либо Chemfil Superior (Dentsply, DeTrey) в случае фронтальной группы зубов. В следующее посещение каждый канал был обтурирован по стандартным методикам, и была сформирована группа зубов для оценки дальнейших этапов. Микробиологическая оценка образцов дентинных опилок. Для оценки бактериальной нагрузки корневых каналов часто встречаемыми факультативными и обли-гатными анаэробами, такими как Fusobacterium nucleatum, Prevotel-la intermedia, Streptococcus inter-medius и Peptostreptococcus micros, был выбран соответствующий метод бактериального культивирования. Однако при этом не было предпринято попыток идентифицировать специфическую бактериальную флору в процессе культивирования. По прибытию в микробиологическую лабораторию, стерильные дентинные опилки были смочены стерильным питательным бульоном (Oxoid Code CM1), после чего были отжаты излишки жидкости. Затем опилки были растерты по всей длине рабочей части файла и раскатаны по агаровой пластинке со свежезаготовленной кровью (Oxoid Columbia Blood Agar Plate +5% стерильная лошадиная кровь). Для создания 5 линий в питательной среде, начиная от образца, была использована стерильная петля. Эти полосы были повторены 3 раза с целью создания 5 областей роста бактерий (область источника бактерий плюс 4 области полос). Это обеспечивало стандартизацию культивирования (рис. 2). Пластинки были инкубированы в устройстве Don Whitley Anaerobic Workstation в атмосфере, содержащей 10% водорода, 10% углекислого газа и 80% азота. Использование палладиевого катализатора обеспечивало уровень кислорода менее 1% в течение 20 минут и менее 0,55% в течение 3 часов. После этого проводилась оценка пластинок.

Если происходил рост бактерий в области их источника, образцу ставился 1 балл. Если рост бактерий происходил и в области источника, и в первых пяти линиях, образец получал оценку 2 балла, и т.д., максимум до 5 баллов. Для проведения полукачественного метода оценки бактериальной нагрузки был проведен отдельный эксперимент, при котором таким же образом вводили известную концентрацию стрептококков полости рта. Эксперимент проводился с использованием NCCLS методов (международный метод стандартизированного введения). Вводимые стрептококки были подготовлены с помощью колориметра (Biomerieux Ltd). Была приготовлена суспензия на физиологическом растворе, которая инструментально корректировалась до 0,5 стандарта МакФарланда. Это соответствует уровню 1,5 х 108 колониеоб-разующих единиц. В суспензию был введен стерильный эндодонти-ческий инструмент, с помощью которого брали ее порцию, которую затем распределяли по агару. Культивирование, проводимое вышеописанным способом, продемонстрировало рост бактерий, оцениваемый в 2 балла. Эти исследования были проведены трижды.

Результаты

В исследовании принимали участие 14 пациентов, у которых обрабатывались 32 корневых канала. Результаты уровней инфицирования на трех этапах представлены в таблице. Из 32 оцениваемых корневых каналов только в 30 было проведено микробиологическое исследование, так как 2 образца, полученных после обработки каналов, и 2, полученные после проведения PAD, прибыли в лабораторию по истечении времени, которое считается приемлемым для сохранения жизнеспособности микроорганизмов. В 10 каналах не наблюдалось наличия микроорганизмов. Из них 3 корневых канала находились во многокорневых зубах, где в остальных каналах отмечался высокий уровень содержания бактерий.
Еще в 3 случаях воспаленная ткань пульпы была перед экстирпацией обработана кортикостероидным и антибактериальным препаратом (Ledermix, Lederle). Несмотря на то что методика их обработки была той же самой, ни традиционные ирригационные растворы, ни PAD не оказали никакого эффекта, так как в каналах уже не наблюдалось присутствия бактерий. Однако это подтверждало отсутствие перекрестного инфицирования корневых каналов во время их обработки. Двадцать каналов были изначально инфицированы, и микробиологическая оценка в них составляла от 1 до 4 баллов. Ни в одном канале не отмечалось самого высокого уровня инфицирования, составляющего 5 баллов (рис. 3). Даже после применения сильнодействующих ирригационных растворов, таких как гипохлорит натрия и лимонная кислота, в 4 корневых каналах (20% от изначально инфицированных каналов) наблюдалось наличие бактерий. За исключением одного случая после применения PAD уровень инфицирования уменьшался до нуля.

Обсуждение

Культивирование микрофлоры корневых каналов является очень сложной и трудоемкой методикой, требующей наличия микробиологической лаборатории в непосредственной близости от стоматологической клиники, чтобы бактерии (особенно анаэробы) не погибли во время транспортировки. Однако это, пожалуй, единственный эффективный метод, позволяющий в краткие сроки оценить различные методики дезинфекции корневых каналов. Многие исследователи продемонстрировали повышение процента успеха эндодонтического лечения при обеспечении отсутствия бактериальной контаминации корневых каналов. В данном исследовании образцы дентинных опилок из корневых каналов были культивированы в течение 30 минут после взятия образца. Жизнеспособность культур была проверена до начала исследования путем транспортировки образцов между клиникой и лабораторией и проведения оценки выживаемости бактерий. При этом было выявлено, что при соблюдении соответствующих условий транспортировки ни одна культура не погибает в течение 30 минут после взятия образца. По этой причине любой образец, который попал в лабораторию по истечению этого времени, исключался из исследования. В свете результатов лабораторных исследований, количественно продемонстрировавших эффективность процесса фотоакти-вируемой дезинфекции, было решено использовать полуколичественный метод оценки, так как задача состояла в определении наличия культивируемых бактерий после традиционной обработки и последующей фотоактивируемой дезинфекции. По тем же причинам было решено проводить культивирование в анаэробных условиях, так как эти микроорганизмы в основном являются либо облигатными, либо факультативными анаэробами. Еще одним сложным моментом при культивировании бактерий является риск бактериальной перекрестной контаминации. Результаты данного исследования демонстрируют надежность использованной методики, так как:

• В многокорневых зубах были выявлены каналы, в которых изначально не определялось культивируемых бактерий.
• В этих каналах не выявлялось культивируемых бактерий после обработки и очистки корневых каналов и после проведения процесса фотополимеризации.

Хорошо известно, что сложно обеспечить отсутствие бактерий в корневых каналах во время их обтурации. Традиционные ирригационные растворы, такие как гипохлорит натрия, эффективны с точки зрения уничтожения бактерий только при использовании значительных их объемов, и даже в этом случае сообщалось о том, что определенный процент корневых каналов все же содержит культивируемые бактерии после обработки. Проведенная ранее работа по культивированию бактерий из корневых каналов при использовании гипохлорита натрия продемонстрировала, что из 20 каналов, обработанных 0,5% раствором гипохлорита натрия, только в 9 отмечалось отсутствие культивируемых бактерий. Повышение концентрации раствора до 5% сократило на один количество каналов, в которых отмечалось наличие культивируемых бактерий, при этом половина корневых каналов оставалась инфицированной. Однако при такой концентрации гипохлорита натрия возрастает уровень тканевой токсичности. Еще одна сложность состоит в том, что введение любой жидкости в корневой канал приводит к захвату пузырьков воздуха и недостаточному увлажнению стенок канала. Эта проблема особенно характерна для гипохлорита натрия, так как он недостаточно смачивает дентинные стенки, и узкие каналы промывать бывает особенно сложно. В настоящем исследовании благодаря сочетанному использованию раствора гипохлорита натрия и лимонной кислоты для удаления смазанного слоя количество корневых каналов, содержащих культивируемые бактерии после проведения ирригации, составляло 20% от изначально инфицированных каналов. Однако это все еще большие цифры, особенно если учитывать результаты исследований Sjogren, демонстрирующие, что при обтурации корневых каналов, контаминированных микроорганизмами, частота успеха падает на 25%, и в таких зубах с большой долей вероятности в последующем потребуется проведение повторного эндодонтического лечения. Введение в корневой канал PAD раствора и подача соответствующей дозы энергии приводит к тому, что в 3 из 4 инфицированных корневых каналов по завершении процесса культивируемые бактерии отсутствовали. В этих 3 случаях отсутствие увлажнения стенок канала не составляло значительной проблемы. Фотосенсибилизирующий раствор имеет лучшие смачивающие свойства по сравнению с гипохлоритом натрия благодаря меньшему поверхностному натяжению. Однако необходимо следить за максимальным увлажнением окружающей среды, так как очень важно, чтобы PAD раствор контактировал с бактериями, иначе процесс фотосенсибилизации не происходит. В одном случае, когда фотоактивируемая дезинфекция оказалась недейственной, кончик излучателя выглядел несколько неправильно. Наконечник и излучатель вернули производителям, которые измерили выходную мощность светового потока и выявили, что она составляла лишь 10% от ожидаемой. Дальнейшее исследование выявило трещину светопроводящего волокна. Таким образом доза энергии была недостаточной для уничтожения бактерий. Процедуру движения волокна вверх-вниз в корневом канале в процессе его обработки проводить перестали, так как было решено, что причиной поломки явился изгиб волокна в корневом канале.

Выводы

Результаты исследования демонстрируют, что методика фотоактивируемой дезинфекции успешно уничтожает все культивируемые бактерии при правильном сочетании фотосенсибилизатора и адекватной дозы энергии, и контакте как фотосенсибилизатора, так и света с бактериями. Очень важно следить за тем, чтобы излучатель не изгибался слишком сильно и не заклинивал в канале. Авторы выражают признательность Denfotex ght Systems Ltd за предоставленный лазер и комплектующие, а также за финансовую поддержку микробиологического исследования.


Обновлено 30.10.2011 05:05
 
Интересная статья? Поделись ей с другими:

Добавить комментарий


Защитный код
Обновить

© 2011-2014 Хороший стоматологический портал. Все права защищены. При копировании текста ссылка на сайт обязательна.